Capacidade antimicrobiana de desinfetantes de superfícies em pontas de seringas tríplices

ARTIGO ORIGINAL

CORRALO, Daniela Jorge ^[1], MARCHI, Karen de ^[2], BRACCINI, Maria Carolina ^[3], MARAFON, Tauana ^[4],  SETTI, Márcia Vieira Gonçalves ^[5], SANTOS, Silvia Mara Borges dos ^[6], ZAT, Mateus Scaraboto ^[7]

CORRALO, Daniela Jorge et al. Capacidade antimicrobiana de desinfetantes de superfícies em pontas de seringas tríplices. Revista Científica Multidisciplinar Núcleo do Conhecimento. Ano 10, Ed. 10, Vol. 02, pp. 25-46. Outubro de 2025. ISSN: 2448-0959, Link de acesso: https://www.nucleodoconhecimento.com.br/odontologia/capacidade-antimicrobiana, DOI: 10.32749/nucleodoconhecimento.com.br/odontologia/capacidade-antimicrobiana

RESUMO

O presente estudo testou a capacidade antimicrobiana do ácido peracético a 0,2% e a 0,5%, e, do álcool 70%, na desinfecção de Pontas de Seringa Tríplices (PST) de equipamentos odontológicos, comparando a eficiência dessas substâncias. Trinta PST de equipamentos odontológicos foram selecionadas e aleatoriamente separadas em Grupo 1 (AP0,2) (n=10): desinfecção com ácido peracético a 0,2%; Grupo 2 (AP0,5) (n=10): desinfecção com ácido peracético a 0,5%; e, Grupo 3 (A70) (n=10): desinfecção com álcool a 70%. Foram coletadas amostras da PST com swab umedecido e friccionado durante 30 segundos na superfície do instrumento, sendo semeados por plaqueamento em ágar cérebro coração (n=30) e em ágar Sabouraud (n=30). Depois foi realizada a desinfecção de acordo com os produtos testados (fricção do desinfetante durante 30 segundos). Novas coletas foram realizadas e nova semeadura (mesmos meios de cultura). Os resultados foram realizados pela contagem das Unidades Formadoras de Colônias (UFCs) e análise morfotinturial. Teste de sensibilidade aos desinfetantes foram realizados utilizando o método de difusão em disco, com o meio de cultura ágar Mueller Hinton. Os desinfetantes eliminaram os fungos, mas houve o crescimento bacteriano de formas bacilares Gram-negativas em todas as amostras depois da desinfecção. O teste de sensibilidade indicou resistência bacteriana aos desinfetantes utilizados neste estudo. Concluiu-se que os desinfetantes ácidos peracético 0,2% e 0,5% e álcool etílico 70% não foram eficazes na eliminação de bactérias bacilares Gram-negativas, mas foram eficazes na eliminação de fungos presentes em PSTs de equipamentos odontológicos, não demonstrando diferença na eficácia dentre os produtos testados.

Palavras-chaves: Desinfetantes de Equipamento Odontológico, Contenção de Riscos Biológicos, Contaminação de Equipamentos, Odontologia.

1. INTRODUÇÃO

No âmbito da Odontologia existem várias fontes de contaminação cruzada, tal como os instrumentais, quando não submetidos a uma adequada esterilização, e os ambientes, quando não corretamente desinfetados, podendo contaminar a equipe. A boca dos pacientes são fontes de agentes biológicos amplamente dispersados através de gotículas e aerossóis, no ambiente clínico, como o vírus SARS-CoV-2, o qual surgiu em 2019 (COVID-19) e exigiu dos profissionais da Odontologia uma atualização nas rotinas básicas de controle de infecção (Pinelli et al., 2011; Silva; Pizante, 2017; Pereira et al., 2021) com o objetivo de amenizar o risco de adquirir doenças no ambiente de trabalho. Tanto na área médica, quanto na odontológica, os profissionais têm sido afetados por infecções virais, como as hepatites B e C (Pereira et al., 2021), e, mais recentemente, a COVID-19 (Marco et al., 2020), devido a negligência em relação aos protocolos de biossegurança, seja por desconhecimento ou por falta de cuidado com a sua saúde e a da sua equipe.

Na Odontologia, a diversidade de tipos de instrumentais utilizados pode configurar em um desafio para o controle de patógenos. Alguns instrumentais e equipamentos são de fácil desinfecção, pois não possuem muitas reentrâncias e não entram em contato direto com saliva e sangue dos pacientes. No entanto, equipamentos e instrumentos com ranhuras, fendas e lúmen estreito são de difícil acesso para a desinfecção (Inger et al., 2014). Dentre as diversas superfícies do equipamento odontológico, a seringa tríplice pode ser considerada um item crítico para o controle de infecções, uma vez que ela entra em contato com a saliva e o sangue dos pacientes (Inger et al., 2014; Silva; Pizante, 2017), e, mesmo com a esterilização de sua ponta, elas demonstram persistente contaminação em seu interior (Inger et al., 2014), tornando-se uma via de transmissão de doenças que não podem ser ignoradas pelos profissionais. McCaferty et al. (2018) demonstraram que em equipamentos de endoscopias, devido a estruturas internas complexas, pode ocorrer a contaminação microbiológica por Salmonella, Pseudomonas e Mycobacterium.

A     desinfecção das superfícies em ambientes de saúde pode ser realizada com o uso de diferentes agentes químicos desinfetantes. O ácido peracético nas concentrações de 0,2 e 0,5% possuem alto nível de desinfecção, mas um custo mais elevado e menos estabilidade (Mupparapu; Kothari, 2019). Dutra et al. (2022), demonstraram que o ácido peracético a 0,2% é eficiente na eliminação de Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa e Candida albicans  Outro desinfetante que pode ser utilizado é o álcool etílico a 70%, um agente de desinfecção com nível intermediário de ação, mas devido ao custo e facilidade de uso, tem sido um dos agentes desinfetantes mais utilizados na rotina de desinfecção em consultórios odontológicos (Graziano et al., 2013; Ferreira et al., 2016). Seu mecanismo de ação é a desnaturação da célula por desidratação, tendo fraca capacidade bactericida, mostrando ser pouco efetivo para desinfecção de materiais semicríticos da área da saúde (Ribeiro et al., 2015; Mupparapu; Kothari, 2019).

Considerando os aspectos acima citados e a importância da realização correta de procedimentos de desinfecção, a fim de evitar a transmissão cruzada de doenças nos consultórios odontológicos, este estudo se propôs a testar a capacidade antimicrobiana do ácido peracético a 0,2% e a 0,5%, e, do álcool 70%, na desinfecção de pontas de seringa tríplices e comparar a eficiência dessas substâncias.

2. MATERIAIS E MÉTODOS

2.1 DESENHO EXPERIMENTAL

Este foi um estudo experimental in vitro, com amostras coletadas em clínicas de atendimento odontológico de uma Instituição de Ensino do norte do Estado do Rio Grande do Sul. A etapa laboratorial foi realizada no Laboratório de Microbiologia (LM) da mesma instituição. Previamente ao início do estudo, foi solicitada a autorização das Unidades envolvidas para a coleta e processamento das amostras. As amostras utilizadas foram as superfícies das Pontas de Seringas Tríplices (PST) de equipamentos odontológicos (n=30).

No LM, foram preparadas 60 placas de Petri com o meio de cultura Ágar Cérebro-Coração (ACC) (KASVI, Pinhais, PR), para o cultivo de bactérias; e, 60 placas de Petri com o meio de cultura Ágar Sabouraud (AS) (KASVI, Pinhais, PR), para o cultivo de fungos (figura 1A).

Os demais materiais necessários para as coletas e semeaduras foram selecionados para o momento de coleta das amostras (figura 1B).

O horário da coleta das amostras foi no turno subsequente ao de atendimento de pacientes (neste caso, foi realizado o experimento no turno da tarde). A clínica selecionada para o estudo possui 45 equipamentos odontológicos, separados por box de vidro. Do total, foram sorteados 30 equipos para a realização deste experimento.

A coleta foi realizada nas pontas da superfície externa das seringas tríplices dos equipamentos incluídos no estudo, em dois momentos: amostras iniciais (PSTi) e finais (PSTf).

Para as coletas foram utilizados “swabs” esterilizados (n=60 swabs), umedecidos em soro fisiológico (figura 1C), e friccionados na superfície da ponta da seringa tríplice, nos dois centímetros finais da mesma, durante 30 segundos (figura 1D). A coleta inicial (PSTi) foi realizada antes da desinfecção das PST. As amostras foram imediatamente semeadas (por plaqueamento), nas placas de Petri, com os meios de cultura ACC (KASVI, Pinhais, PR) (n=30 placas), para o cultivo de bactérias em geral, e AS (KASVI, Pinhais, PR) (n=30 placas), para o cultivo de fungos (figura 1E).

Depois de realizar a coleta das amostras iniciais, as superfícies foram divididas aleatoriamente, por sorteio, em três grupos:

Grupo 1 (AP0,2) (n=10): as superfícies foram desinfetadas com ácido peracético a

0,2% (PERAC, Pirassununga, SP);

Grupo 2 (AP0,5) (n=10): as superfícies foram desinfetadas com ácido peracético a

0,5% (PERAC, Pirassununga, SP); e,

Grupo 3 (A70) (n=10): as superfícies foram desinfetadas com álcool a 70% (Super Vale, Dois Vizinhos – PR).

A desinfecção da PST foi realizada com uma gaze estéril, umedecida no produto, conforme o grupo selecionado, esfregando a mesma durante cerca de 30 segundos na superfície da ponta da seringa (figura 1F).

A coleta final (PSTf) foi realizada depois da desinfecção das PST, seguindo o mesmo protocolo das coletas iniciais, semeando a amostra em uma nova placa de Petri (figura 1G). As placas foram incubadas em estufa bacteriológica, por 48 horas a 37⁰C (graus Celsius), em aerobiose. As placas de AS (KASVI, Pinhais, PR) foram incubadas, adicionalmente, em estufa microbiológica por 7 dias, a 25⁰C.

A leitura das culturas foi realizada através da contagem do número de Unidades Formadoras de Colônias (UFC) depois do período de incubação. As contagens para o crescimento bacteriano foram categorizadas conforme a tabela 1. Para o crescimento de fungos, foi observado crescimento positivo ou negativo.

A capacidade antimicrobiana dos agentes desinfetantes foi comparada através do número de UFCs crescidas nas coletas iniciais (PSTi) com as finais (PSTf). Foi realizada a análise morfotinturial das colônias de bactérias crescidas, depois do período de incubação, e analisadas através de microscopia óptica. Foram confeccionados esfregaços das colônias em lâminas de vidro e coloração pelo método de Gram (figuras 1H, 1I e 2A).

Figura 1. Procedimento de coleta, semeadura e coloração. (A) Placas de Petri contendo meio de cultura Ágar Cérebro-Coração (ACC) (KASVI, Pinhais, PR) (n=60) e Ágar Sabouraud (AS) (KASVI, Pinhais, PR) (n=60); (B) materiais utilizados para coleta e desinfecção das seringas tríplices; (C) swab estéril umedecido em solução fisiológica estéril imediatamente antes da coleta das amostras; (D) coleta de amostra da parte externa das seringas tríplices (swab estéril sendo passado em torno da ponta da seringa); (E) semeadura por plaqueamento das amostras em placa de Petri contendo meio de cultura ACC (KASVI, Pinhais, PR) (n=30) e AS (KASVI, Pinhais, PR) (n=30); (F) desinfecção com gaze estéril e umedecida no produto a ser testado, sendo friccionado por 30 segundos em torno da ponta da seringa tríplice; (G) após a desinfecção das seringas tríplices, foi realizada uma nova semeadura por plaqueamento das amostras com o swab em placa de Petri contendo meio de cultura ágar ACC (KASVI, Pinhais, PR) (n=30) e AS (KASVI, Pinhais, PR) (n=30); (H) cultura bacteriana depois do período de incubação e coleta da amostra (colônia) com alça de platina para o preparo do esfregaço em lâmina de vidro; (I) coloração de Gram

Tabela 1. Códigos referentes ao número de Unidades Formadoras de Colônias (UFC) nas culturas em ágar cérebro-coração (KASVI, Pinhais, PR)

Fonte: dos autores. Passo Fundo, 2022.

2.2 TESTE DE DIFUSÃO EM DISCO

As colônias bacterianas crescidas no ACC (KASVI, Pinhais, PR), depois dos procedimentos de desinfecção, foram utilizadas para a verificação in vitro da sensibilidade aos desinfetantes utilizados no estudo, através do teste de difusão em Ágar Müeller Hinton (AMH) (KASVI, Pinhais, PR).

Suspensões bacterianas foram preparadas com auxílio de uma alça de platina flambada e tubos de ensaio com água estéril (figura 2A). As suspensões foram padronizadas na escala de MacFarland n° 6, correspondendo a cerca de 1.800.000 bactérias por ml (1,8×10⁶ bactérias/ml) (figura 2B).

Placas de Petri (n=03) com o meio de cultura AMH (KASVI, Pinhais, PR) foram divididas em três partes, para a colocação dos discos de papel embebidos nos desinfetantes testados neste estudo (AP0,2; AP0,5; e A70) (figuras 2C e 2D). Com uma pipeta foi semeado 0,5 mL da suspensão bacteriana sobre o meio de cultura e depois colocados os discos. Todas as placas (figura 2E) foram incubadas em estufa bacteriológica, por 48 h a 37⁰C, em aerobiose.

A leitura foi realizada pela formação de Halo de Inibição de Crescimento Bacteriano (HICB) ao redor dos discos de papel com os desinfetantes testes.

Figura 2. Teste de sensibilidade aos desinfetantes. (A) Colônias de bactérias adicionadas em tubos de ensaio com água estéril e agitadas com alça de platina; (B) comparação da turbidez da suspensão bacteriana com a escala de MacFarland padronizada ao n^o 6; (C) uso de pipeta milimetrada para a transferência de 0,5 mL da suspensão bacteriana para as placas de Petri, com o meio de cultura ágar Müller Hinton ((KASVI, Pinhais, PR); (D) semeadura da suspensão bacteriana sobre o meio de cultura com o auxílio de alças de Drigalski em vidro; (E) placas semeadas e com os discos de papel estéreis umedecidos nos produtos desinfetantes AP0,2, AP0,5 e A70 e colocados nos espaços selecionados das placas, prontos para incubação

3. RESULTADOS

Foram realizadas a análise de contaminação de 30 PST de equipamentos odontológicos. Verificou-se crescimento bacteriano superior a 100 UFCs em 100% das culturas de ACC (KASVI, Pinhais, PR) tanto antes quanto depois das técnicas de desinfecção com os produtos testados, não sendo constatada eficiência dos mesmos (tabela 2).

Tabela 2. Resultado do crescimento bacteriano de acordo com a classificação utilizada no estudo (1: 0 a 50 UFC; 2: 51 a 101 UFC; 3: 101 a 200 UFC; 4: acima de 200 UFC) e de fungos (+: houve crescimento; -: não houve crescimento) antes (A) e depois (D) da desinfecção com o ácido peracético a 0,2% (AP0,2), com o ácido peracético a 0,5% (AP0,5) e com o álcool etílico a 70% (A70)

Fonte: dos autores. Passo Fundo, 2022.

Nas placas de Petri contendo meio de cultura AS (KASVI, Pinhais, PR), própria para fungos, foi observado desenvolvimento reduzido destes micro-organismos nas superfícies investigadas. Na análise da eficácia das substâncias usadas na desinfecção das PST, todos os produtos testados impediram o desenvolvimento de fungos nas amostras, demonstrando eficiência para eliminação de fungos.

A análise morfotinturial das principais colônias crescidas nos meios de cultura, tanto antes quanto depois dos procedimentos de desinfecção, apresentaram uma grande diversidade de micro-organismos do tipo bacilos Gram-negativos (figura 3 A-L).

Figura 3. Análise morfotinturial das colônias. (A, C, E, G, I, K) Características morfológicas das colônias de bactérias crescidas no meio de cultura ágar cérebro coração (KASVI, Pinhais, PR) antes e depois dos procedimentos de desinfecção com os produtos testados; (B, D, F, H, J, L) aspecto morfotinturial das respectivas colónias em microscopia, depois da coloração de Gram, demonstrando o predomínio de formas bacilares Gram-negativas

O teste de difusão em AMH (KASVI, Pinhais, PR) realizado com as culturas bacterianas crescidas depois dos processos de desinfecção demonstrou que esses micro-organismos foram resistentes aos desinfetantes ácido peracético, nas concentrações de 0,2% e 0,5% (PERAC, Pirassununga, SP), e ao álcool etílico na concentração de 70% (Super Vale, Dois Vizinhos – PR), pois não houve formação de halo de inibição de crescimento bacteriano em nenhum dos discos testados (figura 4 A e B).

Figura 4. Teste de sensibilidade. Ausência de formação de halo de inibição de crescimento bacteriano em todos os produtos testados (ácido peracético a 0,2%: AP0,2; ácido peracético a 0,5%: AP0,5; álcool etílico a 70%: A70), visão externa das placas (A); visão interna das placas (B)

4. DISCUSSÃO

Um grande desafio para os cirurgiões-dentistas tem sido controlar a infecção cruzada no consultório. Os Micro-Organismos (MOs) da boca do paciente podem ser transmitidos para a equipe odontológica por meio de contato direto, através da saliva, sangue e gotículas/aerossóis contaminados penetrando através dos olhos, nariz, boca e acidentes com material perfurocortante; e, por contato indireto, quando há a colocação das mãos nos instrumentais e superfícies contaminados (fômites). Os MOs patógenos podem sair da clínica odontológica e entrar na comunidade de várias maneiras, como em moldagens contaminadas para o laboratório de prótese, equipamentos contaminados para a revisão e reparo, equipe odontológica transmitindo patógenos    através das roupas          e        cabelos e resíduos  descartados inadequadamente.

Os MOs estão cada vez mais resistentes e têm vencido as formas de segurança adotadas atualmente, colocando os profissionais e pacientes em risco. Soma-se a esta situação o surgimento de novos agentes biológicos como, recentemente, o SARS-CoV-2 (Marco et al., 2020; Pereira et al., 2021) e a falta de cuidado com a biossegurança de alguns profissionais da área odontológica, intensificando o ciclo de infecção cruzada durante os atendimentos (Pereira et al., 2021; Inger et al., 2014; Ferreira et al., 2016; Kuhn et al., 2018; Silva; Pizante, 2017). Profissionais com mais tempo de carreira, tendem a negligenciar as normas de biossegurança, pela confiança em seu trabalho (Pereira et al., 2021). A Norma Regulamentadora n.^o 32 (Brasil, 2022b), entre tantos aspectos, obriga a necessidade premente das instituições de saúde adotarem as medidas de precaução padrão, estabelecendo as diretrizes básicas para a implementação de medidas de proteção à segurança e à saúde dos seus trabalhadores.

A aplicação de ações de antissepsia, colocação de barreiras, desinfecção, descarte e esterilização reduzem de maneira considerável o risco de infecção cruzada na odontologia. Estudos têm levantado outro ponto crítico nos consultórios odontológicos, que são as linhas d’água de unidades odontológicas (Agahi et al., 2014; Lisboa et al., 2014; Chen et al., 2024). Embora neste estudo não avaliamos a contaminação das águas do reservatório, há consciência de que a mesma passa através dos lumens dos equipamentos, incluindo a seringa tríplice, e, desta forma, deveriam ser foco de estudo e cuidado. Estudos têm verificado a presença dos micro-organismos como S. aureus, E. coli, Klebsiella, Penicillium, C. albicans (Agahi et al., 2014), Legionella spp. e P. aeruginosa (Lizzadro et al., 2019) em amostras de água coletadas através de canetas de alta rotação e do spray ar/água de seringas tríplices de unidades odontológicas, concluindo que há uma elevada concentração de micro-organismos oportunistas e da microbiota bucal nos sistemas de abastecimento de água dos equipamentos. Agahi et al. (2014) discutiram que, embora a maioria dos estudos mostrem mais contaminação em amostras de água de escolas de odontologia, eles encontraram elevadas taxas de contaminação em consultórios dentários privados. Considerando que há um alto risco de contaminação por HIV, vírus das Hepatites B e C, Mycobacterium tuberculosis, vírus do Herpes simples (Oliveira; Almeida, 2015), SARS-CoV-2 (Marco et al., 2020; Pereira et al., 2021)  dentre outras patologias, sérias abordagens de controle e acompanhamento destes potenciais micro-organismos deveriam ser instituídas, pois representam alto risco para indivíduos com o sistema imunológico comprometido, mulheres grávidas, idosos, fumantes, transplantados, em tratamento de quimioterapia e radioterapia, os quais podem estar expostos durante o tratamento odontológico.

Tanto os pacientes, quanto os profissionais e sua equipe estão expostos aos riscos biológicos, mas, apesar da existência de inúmeros recursos para evitar a ocorrência de infecções cruzadas em consultórios odontológicos, ainda há negligência por parte dos profissionais, o que pode intensificar a incidência de infecções. A atenção para esta problemática deve incluir cuidados especiais com as seringas tríplices. Estudos demonstraram que a intensidade de contaminação pela microbiota bucal de pontas de seringas tríplices usadas no atendimento a pacientes é elevada (Russo et al., 2000; Agahi et al., 2014; Inger et al., 2014). As seringas tríplices, assim como as turbinas de alta rotação, quando são acionadas, provocam um refluxo capaz de contaminar o interior desses equipamentos. A superfície do lúmen do equipamento contaminado atua como um reservatório de micro-organismos (Fior et al., 2022), resultando em um ciclo de recontaminação (Inger et al., 2014). A dificuldade na desinfecção das seringas tríplices tem sido pouco discutida, mas precisa receber maior atenção dos profissionais cirurgiões-dentistas. Mesmo a limpeza padrão e a autoclavagem foram consideradas insuficientes para matar todas as bactérias em pontas de seringas tríplices, no estudo realizado por Inger et al. (2014) e por Fior et al. (2022). Os autores demonstraram que bactérias que entram nos lumens são capazes de sobreviver ao processo de esterilização de uma autoclave. Inger et al. (2014), observaram que a presença de corrosão ou acúmulo de contaminantes em fendas, ranhuras e lúmen estreito, como o fino lúmen interno da PST, dificulta a descontaminação e esterilização correta. Bactérias capazes de sobreviver sobre os instrumentos e dentro de lumens, podem se aderir, e a não remoção, favorecer a formação de biofilme, podendo ser fonte de transmissão de patógenos a outros pacientes, e impedindo um processo de esterilização e desinfecção correto.

Existem, até o presente momento, poucos estudos que analisaram a desinfecção de seringas tríplices, havendo muita controvérsia sobre a efetividade de desinfecção das mesmas. A fim de colaborar com os profissionais na escolha dos agentes desinfetantes na sua prática clínica, o presente estudo testou a capacidade antimicrobiana do ácido peracético a 0,2% e a 0,5%, e, do álcool a 70% (por serem produtos amplamente utilizados na Odontologia), na desinfecção de PST e comparou a eficiência dessas substâncias na desinfecção. O resultado observado na eliminação de fungos foi efetivo, porém para bactérias não houve nenhuma redução significativa. Segundo estudo realizado por Russo et al. (2000), a desinfecção com o álcool 70% não constitui um método eficaz, mesmo quando precedida por fricção, demonstrando redução na contagem de colônias (1 a 100 UFC) das seringas metálicas, mesmo assim, incompatível com a segurança biológica, pois uma única colônia de bactérias já pode provocar infecção cruzada. Outros estudos não recomendam o álcool 70% para todos os produtos da área da saúde, pois este se mostra ineficaz para a descontaminação de artigos semicríticos (Ribeiro et al., 2015; Mupparapu; Kothari, 2019). Dutra et al. (2022) mostraram resistência de S. aureus e C. albicans ao álcool etílico 70%. A efetividade do álcool contra micro-organismos mostra estar relacionada diretamente com a complexidade estrutural do equipamento a ser desinfetado e ao contato deste produto com sujidades. A utilização de barreiras protetoras pode contribuir para a descontaminação, reduzindo a carga microbiana das superfícies de equipamentos.

O Ácido Peracético (AP) é um sanitizante eficaz, de alto nível de desinfecção e ativo

contra muitos micro-organismos e seus esporos, o qual deveria ser eficiente na eliminação da maioria dos      MOs (Mupparapu; Kothari, 2019; Dutra et al., 2022), o que não foi comprovado no presente  estudo, onde todas as amostras coletadas depois do procedimento de desinfecção apresentaram contaminação bacteriana. Lizzadro et al. (2019) observaram que o tratamento intermitente tem ação transitória facilitando a  recolonização por micro-organismos. E,       principalmente, o uso contínuo    de desinfetantes promove o risco de exposição a agentes biocidas entre pacientes e funcionários  e o tratamento a longo prazo pode aumentar o          risco   de desenvolvimento de resistência por cepas bacterianas.

Os desinfetantes à base de AP são ambientalmente amigáveis à medida que os compostos neles se decompõem em ácido acético, oxigênio e água (Moura et al., 2016). A Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA), por meio da Resolução de Diretoria Colegiada (RDC) n° 693, de 13 de maio de 2022 (Brasil, 2022a), controla o uso e a         qualidade dos desinfetantes em termos de toxicidade e de atividade antimicrobiana. No documento, há orientações sobre   aspectos relacionados ao preparo (concentração, pH, qualidade da água), à estocagem e à utilização do produto, para obtenção de máxima eficiência. A escolha do uso do AP a 0,5% foi baseada na Nota Técnica n° 47/ 2020, da ANVISA (Brasil, 2020), a qual indicou este desinfetante como substituto ao álcool 70% para a desinfecção de superfícies durante a pandemia de COVID-19.

No presente estudo, através da análise microscópica, foi possível identificar a presença de bactérias bacilares Gram-negativas (cujos gêneros e espécies não foram identificados laboratorialmente) resistentes aos produtos químicos testados. Este resultado é semelhante ao estudo de Martins et al. (2015) o qual descreveu a prevalência de bactérias Gram-negativas em amostras de cadeiras odontológicas. A presença de bacilos Gram-negativos resistentes aos desinfetantes também foi observada no estudo de Tonello et al. (2022), onde uma forma microbiana (diplobacilos Gram-negativos) apresentou resistência ao produto testado, indicando que a concentração de 0,5% da glucoprotamina utilizada no estudo foi insuficiente para reduzir o nível de contaminação dos equipamentos odontológicos.

No presente estudo, a resistência aos agentes desinfetantes foi em relação a bacilos Gram-negativos, corroborando com o estudo de Tonello et al. (2022), sendo este grupo de MOs considerados importantes patógenos para a saúde humana. Outra possibilidade sugerida pelos autores para a não efetividade dos procedimentos de desinfecção testados, depois da resistência antimicrobiana, poderia ser a incorreta manipulação dos produtos durante a sua diluição. O ácido peracético causa ruptura de ligações químicas dentro da membrana celular, levando a morte microbiana, tendo boa ação sob condições frias, produzindo assim uma mortalidade microbiana aceitável em equipamentos normalmente mantidos abaixo da temperatura ambiente. As soluções de AP podem ser atenuadas pela carga orgânica e tendem a perder atividade à medida que o pH se aproxima do neutro (São Paulo, 2011).

Para elucidar a resistência bacteriana observada aos produtos testados, foi realizado um experimento in vitro, a fim de verificar a sensibilidade destas bactérias, que se desenvolveram nas culturas, aos mesmos produtos utilizados no procedimento de desinfecção (ácido peracético 0,2% e 0,5%; álcool 70%). Os resultados comprovaram que as bactérias encontradas foram resistentes tanto ao ácido peracético quanto ao álcool etílico, sugerindo novos testes com produtos alternativos para a eliminação desses MOs. Os resultados obtidos neste estudo foram de extrema importância, pois enfatizam a elevada contaminação de MOs nos equipamentos e a alta possibilidade de propagação através destes, os quais servem como vias de transmissão para os patógenos. Ainda, permite ressaltar a necessidade de ações de biossegurança em todos os procedimentos realizados na Odontologia, utilizando normas para procedimentos de rotina na clínica, destacando o uso fundamental dos equipamentos de proteção individual (EPIs) e das barreiras de proteção, dentre outras medidas (Meneguzzi; Marchiori, 2021; Tonello et al., 2022).

Conforme preconizado pela ANVISA (Brasil, 2006) a esterilização das pontas metálicas das seringas tríplices por meio de autoclaves é o método mais seguro para o controle dos MOs presentes nestas superfícies. O presente estudo não testou o método de esterilização, mas sim de desinfecção. No entanto, os resultados da presente pesquisa sugerem que a esterilização seja o protocolo de controle de infecção de escolha entre profissionais da odontologia, pois garante uma redução mais segura do crescimento bacteriano nas pontas de seringas tríplices. A proposta desta pesquisa foi contribuir para a escolha dos melhores métodos de controle da população microbiana e da contaminação no consultório odontológico, minimizando os riscos de transmissão de MOs entre profissionais, entre pacientes e entre todos os envolvidos. Porém nenhum dos produtos testados no presente estudo teve eficácia comprovada, reforçando a importância da adoção de diversas medidas de controle de infecção na prática clínica odontológica, para resguardar a saúde da equipe e dos pacientes. De acordo com Galvão, Motta e Leite (2006), o controle de infecções é uma tarefa complexa que envolve aspectos clínicos, microbiológicos e adoção de métodos de esterilização e desinfecção para, efetivamente, minimizar os riscos.

O estudo concluiu que os desinfetantes ácidos peracético 0,2% e 0,5% e álcool etílico 70% não foram eficazes em eliminar as bactérias bacilares Gram-negativas encontradas nas PST, mas demonstraram eficácia na eliminação dos fungos presentes.

REFERÊNCIAS

AGAHI, R. H. et al. Effect of 0.2% chlorhexidine on microbial and fungal contamination of dental unit waterlines. Dental Research Journal, v. 11, n.3, p. 51-56, 2014 Maio.

BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Serviços Odontológicos: Prevenção e Controle de Riscos. Ministério da Saúde, Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Brasília: Ministério da Saúde, 2006. 156 p.

BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária, ANVISA. Nota Técnica nº 47/2020. Recomendações sobre produtos saneantes que possam substituir o álcool 70% na desinfecção de superfícies, durante a pandemia da COVID-19. Brasília: ANVISA, 2020. Disponível em: https://www.gov.br/anvisa/pt-br/arquivos-noticias-anvisa/586json-file-1. Acesso em: 20 set. 2024.

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NOTA

Nosso relatório identificou a presença de inteligência artificial para correção gramatical e ortográfica. No entanto, os autores informaram que não a utilizou. Os autores se responsabilizam pelo material.

^[1] Orientadora. Doutora em Clínica Odontológica – Cariologia/Dentística (UFRGS), Mestre em Clínica Odontológica – Cariologia (UFRGS), Especialista em Odontologia em Saúde Coletiva (SLMANDIC), Especialista em Harmonização Orofacial (SLMANDIC). ORCID: https://orcid.org/my-orcid?orcid=0000-0003-3034-1730. Currículo Lattes: http://lattes.cnpq.br/2171862579002202.

^[2] Cirurgiã-Dentista, Graduação em Odontologia (UPF) ORCID: https://orcid.org/0009-0004-9636-5609. Currículo Lattes: http://lattes.cnpq.br/5002660069068460.

^[3] Graduação, VI semestre, Bacharel em Odontologia. ORCID: https://orcid.org/0009-0008-3930-0322. Currículo Lattes: http://lattes.cnpq.br/4410301437111590.

^[4] Graduação, VI semestre, Bacharel em Odontologia. ORCID: https://orcid.org/0009-0008-3682-5553. Currículo Lattes: http://lattes.cnpq.br/9530564169050997.

^[5] Graduação, VI semestre, Bacharel em Odontologia. ORCID: https://orcid.org/0009-0003-1420-7205. Currículo Lattes: https://lattes.cnpq.br/9490822939800900.

^[6] Graduação, VI semestre, Bacharel em Odontologia. ORCID: https://orcid.org/0009-0002-7136-1914. Currículo Lattes: https://lattes.cnpq.br/4054122929150174.

^[7] Graduação, VI semestre, bacharel em odontologia. ORCID: https://orcid.org/0009-0004-5458-6374. Currículo Lattes: http://lattes.cnpq.br/7383097573117814.

Material recebido: 08 de agosto de 2024.

Material aprovado pelos pares: 20 de fevereiro de 2025.

Material editado aprovado pelos autores: 07 de julho de 2025.