Análise da Viabilidade Terapêutica das Células-Tronco Mesenquimais Alogênicas no Tratamento de Felino Acometido por Complexo Gengivite Estomatite Felina

0
1461
DOI: ESTE ARTIGO AINDA NÃO POSSUI DOI SOLICITAR AGORA!
PDF

ASSIS, Tatiana Lembo Silveira de [1], WINCK, Caroline Pinho [2], SANTOS, Enrico Jardim Clemente [3]

ASSIS, Tatiana Lembo Silveira de; WINCK, Caroline Pinho; SANTOS, Enrico Jardim Clemente. Análise da Viabilidade Terapêutica das Células-Tronco Mesenquimais Alogênicas no Tratamento de Felino Acometido por Complexo Gengivite Estomatite Felina. Revista Científica Multidisciplinar Núcleo do Conhecimento. Ano 02, Vol. 01. pp 470-482, Abril de 2017. ISSN:2448-0959

RESUMO

A gengivo-estomatite crónica felina (GECF) é uma doença clinicamente complexa, severa e que apresenta lesões de caráter crônico com frequentes reagudizações e refractabilidade aos tratamentos disponíveis. Atualmente existem diferentes abordagens terapêuticas, podendo ser médica, cirúrgica ou combinação de ambas. Entretanto, as respostas ao tratamento apresentam muitas variáveis e os sucessos terapêuticos revelam-se normalmente incompletos, transitórios e de duração imprevisível, tornando-se essencial estabelecer uma estratégia terapêutica para cada animal. A utilização terapêutica das células-tronco mesenquimais(CTMs) vêm mostrando-se extremamente promissora no tratamento de diferentes doenças que acometem tanto grandes como pequenos animais. Seu potencial reparativo permite que uma vez introduzidas no organismo, adquira tanto a morfologia como a funcionalidade de qualquer tipo celular danificado que constitua o tecido lesionado. Este trabalho visa por meio das características singulares das células tronco mesenquimais alogênicas de tecido adiposo de felinos (CTMs-TAF) analisar tanto a eficácia como a viabilidade terapêutica das no tratamento do GECF.

Palavra-Chave: Terapia Celular, Patologias da Cavidade Oral, Gengivo-Estomatite Crónica Felina, Célula Tronco Mesenquimal.

INTRODUÇÃO

A GECF é uma uma inflamação oral grave, idiopática, clinicamente complexa, com frequentes reaguditzações e refractabilidade aos tratamentos disponíveis. Dentre os sinais clínicos apresentados pelos felinos temos são dor oral moderada a grave e desconforto, incluindo inapetência, redução Grooming, perda de peso e hipersalivação. A patogênese da FCGS ainda não está completamente elucidada embora acredite-se que devido ao hospedeiro, o sistema imunológico que responde de maneira inapropriada a estimulações secundárias (1).

Existem diferentes abordagens terapêuticas podendo ser médica, cirúrgica ou combinação de ambas. Entretanto, as respostas ao tratamento apresentam-se muito variáveis e os sucessos terapêuticos revelam-se normalmente incompletos e de duração imprevisível (1).

As CTMs, por definição, são células indiferenciadas com alto potencial de proliferação, auto-renovação e diferenciação em diferentes tipos celulares como, por exemplo, osteoblastos (2), condrócitos (3) e adipócitos (4). Estando presentes em todos os tecidos que constituem o animal, as CTMs são responsáveis pela manutenção da homeostase e reparação tecidual durante o transcorrer da vida do animal (5).  Quando estimuladas, as CTMs liberam um grande número de moléculas bioativas que atuam modulando o sistema imune e a resposta inflamatória, angiogênese e mitose das células envolvidas no processo de reparação tecidual. Estudos demonstraram que as CTMs apresentam efetuso de quimiotaxia, anti-fibrótico e anti-apoptótico (6-9).

A utilização terapêutica das CTMs vêm mostrando-se extremamente promissora. Seu potencial reparativo permite que uma vez introduzidas no organismo, adquira tanto a morfologia como a funcionalidade de qualquer tipo celular danificado que constitua o tecido injuriado (6).

Este trabalho visa por meio das características singulares das CTMs analisar tanto a eficácia como a viabilidade terapêutica no tratamento do GECF.

MATERIAL E MÉTODOS

SELEÇÃO DE ANIMAIS DOADORES DE TECIDO ADIPOSO PARA TRATAMENTO ALOGÊNICO

Os animais foram selecionados a partir de populações de pacientes de clínicas veterinárias da cidade de São Paulo mediante ao consentimento livre e esclarecido por parte dos proprietários. As CTMs utilizadas no presente estudo foram obtidas a partir de animais jovens, saudáveis com até seis meses de vida (Figura 1).

ANÁLISE MOLECULAR

Foi coletada uma amostra de sangue para a análise da presença de coronavírus felino (FCoV), vírus da imunodeficiência felina (FIV), vírus da leucemia felina (FeLV), Chlamydia psittaci (CPS), herpes vírus felino (FHV-1), Haemobartonella felis (HFE) e micoplasma através da amplificação de fragmentos dos respectivos genomas pelo método da reação em cadeia de polimerase (PCR) em materiais extraídos (RNA e DNA). Os RNAs foram extraídos com Trizol LS (Invitrogen) e utilizados para síntese de cDNA através de transcrição reversa com superscript II (Invitrogen). DNAs foram extraídos utilizando-se o DNAzol (Invitrogen). Reações positivas apresentam fragmentos de DNA de 185 pb e 410 pb (FCoV), 557 pb (FIV) 166 pb (FeLV), 167 pb (CPS), 173 pb (FHV-1), 205 pb (FCV), 170 pb (HFE) e 510 pb (micoplasma). Foram submetidas a cada pesquisa duas amostras extraídas, controles positivos e negativos.

ISOLAMENTO DAS CTMs-TAF

O tecido adiposo obtido no momento da castração foi lavado em 1x PBS de forma a retirar sangue e debris. Após a lavagem o tecido foi mantido durante 30 minutos a 370C/5% de CO2 em presença de 0,075% de colagenase tipo IV (Sigma). Foi adicionado 5 ml de meio basal sendo o sobrenadante retirado e centrifugado durante 5 minutos a 200 g. O precipitado foi ressuspenso e transferido para uma garrafa de cultivo de 25 cm2 a qual foi mantida a 370C/5% CO2 durante 48 horas em presença de meio basal quando o mesmo foi trocado. Os repiques subsequentes forma feitos por meio de ação enzimática utilizando 0.025% de tripsina (Invitrogen) (10). As células-tronco foram divididas em alíquotas de 2 x 106, ressuspensas em meio de congelamento (10% de DMSO, 70% de soro fetal bovino e 20% de meio basal contendo 2 x 106 células-tronco) e armazenadas em nitrogênio líquido. As células-tronco foram administradas com menos de 1 ano de armazenamento. Para serem aplicadas nos felinos, as células forma descongeladas em banho-maria por 2 minutos a 370C, o meio de criopreservação removido e as células transferidas para garrafa de cultivo de 25 cm2 a qual foi mantida a 370C/ 5% CO2 (Figura 1).

ANÁLISE TUMORIGÊNICA

A análise do potencial tumorigênico foi realizado por meio da introdução de 1×106 células, 4a passagem, através da via subcutânea. As CTMs-TAF foram ressuspensas em 2 ml e introduzidas subcutaneamente em três camundongos da linhagem nude. Os animais foram mantidos em ambiente estéril durante o período de sete semanas.

ANÁLISE PROLIFERATIVA

Para a análise proliferativa foi isolada uma colônia da CTM-TAF e expandida até atingir uma confluência de 70% em uma garrafa de 25 cm2. As células foram removidas enzimaticamente (tripsina 0.025%, Invitrogen) e distribuídas, em triplicatas, em garrafas de 25 cm2 na concentração de 105 células. Após três dias as células foram removidas, contadas em câmara de Neubauer e distribuídas em três novas garrafas de 25 cm2 na concentração de 1 x 105 células. O processo foi repetido até a 10a passagem (11) (Figura 1).

POTENCIAL DE DIFERENCIAÇÃO OSTEOGÊNICO, ADIPOGÊNICO E CONDROGÊNICO

O potencial de diferenciação osteogênico das CTM-TAF, 4a passagem, foi realizado através do cultivo em meio basal Dulbecco’sModifiedEagle’sMedium–High Glucose (DMEM-HG; Invitrogen), 15% de soro fetal bovino (FBS; HyClone, Logan, Utah), 1% de antibiótico (Penicilina g 10.00u/ml; Invitrogen, Streptomicina 10.000 mg/ml; Invitrogen), 1% de l-glutamina (200mm; Invitrogen) e 1% de aminoácidos não essenciais (200mm; Invitrogen) durante o período de 24 horas na concentração inicial de 1×105 células. Após 24 h, o meio foi trocado para o de diferenciação osteogênica Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium – Low Glucose (DMEM-LG; Invitrogen), 1% de 10-5M de dexametasona (Sigma), 1% 5mM de acido ascórbico (Sigma), 10% de soro fetal bovino (FBS; HyClone, Logan, Utah) e 1% Streptomicina/Penicilina (Penicilina g 10.00u/ml, Streptomicina 10.000 mg/ml; Invitrogen). A troca do meio foi feita a cada 3 ou 4 dias. No 10o dia foi adicionado 1% de 200mM de b-glicerolfosfato (Sigma) ao meio de cultura e também nas trocas subseqüentes. As células foram mantidas em cultura até o 21o dia de diferenciação. A caracterização das células foi feita por meio da coloração de Von Kossa (10) (Figura 1).

Para a análise do potencial de diferenciação adipogênico as CTM-TAF, 4a passagem, foram cultivadas em meio basal durante por 24 h na concentração inicial de 1×105 células. Após 24 horas o meio foi trocado para o de diferenciação adipogênica composto por Dulbecco’sModifiedEagle’sMedium – HIGH Glucose (DMEM-HG; Invitrogen), 10% de soro fetal bovino (FBS; HyClone, Logan, Utah), 1 mM de dexametasona  (Sigma), 100 mM de endomentacina (Sigma), 0,5M de isobutilmetilxantina (Sigma) + 10 µM de insulina (Sigma) e 1%  de antibiótico (Penicilina g 10.00u/ml; Invitrogen, Streptomicina 10.000 mg/ml; Invitrogen), sendo a troca do meio foi feita a cada 3 ou 4 dias. As células foram mantidas em cultura até o 21o dia de diferenciação. As células foram então fixadas por 60 minutos a temperatura ambiente em presença de paraformaldéido 4%, lavadas 3 vezes com etanol 70%, mantidas a temperatura ambiente por cinco minutos com OilRed O , sendo posteriormente lavadas 3 vezes com água destilada (10)(Figura 1).

Para a análise do potencial de diferenciação condrogênico as CTM-TAF, 4a passagem, foram transferidas, na concentração 1 x 106, para tubos falcon de 15 ml, centrifugadas a 200g por 5 minutos. Em seguida foram cultivadas na presença de meio Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium – HIGH Glucose (DMEM-HG; Invitrogen) suplementado com 1% de soro fetal bovino (FBS; HyClone, Logan, Utah), 6,25 mM de insulina (Sigma), 0,1 mM de dexametasona  (Sigma), 1 mM de piruvato de sódio (Invitrogen), 10 ng/ml TGF-β1(R&D System, LGC Biotechnology) e 1%  de antibiótico (Penicilina g 10.00u/ml; Invitrogen, Streptomicina 10.000 mg/ml; Invitrogen) sendo que a troca do meio indutor foi realizada diariamente durante 21 dias. Posteriormente o pellet esférico formado foi fixado, incluso, cortado e corados com azul de toluidina (Sigma) (12) (Figura 1).

Um fragmento do tecido adiposo de um felino jovem, clinica e laboratorialmente saudável é coletado e encaminhado para o Laboratório da CELLTROVET. Neste as CTMs são isoladas, caracterizadas e armazenadas no Banco de Células-Tronco da CELLTROVET para serem posteriormente encaminhadas para sua inoculação no paciente.
Figura 1: Um fragmento do tecido adiposo de um felino jovem, clinica e laboratorialmente saudável é coletado e encaminhado para o Laboratório da CELLTROVET. Neste as CTMs são isoladas, caracterizadas e armazenadas no Banco de Células-Tronco da CELLTROVET para serem posteriormente encaminhadas para sua inoculação no paciente.

APLICAÇÃO DAS CTMs-TAF

Foi atendido um felino, macho, Himalaio/Persa, com 11 anos de idade, diagnosticado com Estomatite Ulcerativa, Neutrofílica, Linfoplasmocitaria com tecido de granulação (Complexo Gengivite Estomatite Felina). Para tal foi realizado, a partir de um fragmento tecidual da região caudal inferior interna da bochecha, o exame histopatológico (coloração com Hematoxilina e Eosina). O paciente teve o seu perfil renal e hepático, hemograma completo, raio-x de tórax e ultrassom abdominal de forma a determinar tanto o seu quadro laboratorial como minimizar a possibilidade de neoplasias. Foram aplicadas CTMs-TAF tanto pela via endovenosa como intra-gengival. Cada dose com 2 x 106 CTMs-TAF. O animal foi acompanhado quinzenalmente de forma a determinar a evolução do quadro clínico.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

No presente estudo, as CTMs-TAF isoladas a partir de felinos jovens e saudáveis, foram caracterizadas com base em sua morfologia fibroblastoide, capacidade de adesão ao plástico, potencial de proliferação celular e capacidade de diferenciação osteogênica, adipogênica e condrogênica (7) (Figura 2). Quando injetadas em camundongos nude, as CTMs-TAF não foram capazes de induzir a geração de teratocarcinomas.

Análise do potencial de proliferação celular das CTMs-TAF(A), morfologia fibroblastoide da cultura celular (B) e diferenciações osteogênica (C), adipogênica (D) e condrogênica (E); Obj 4x(B), 40x(C), 20x(D) e 40x(E).
Figura 2: Análise do potencial de proliferação celular das CTMs-TAF(A), morfologia fibroblastoide da cultura celular (B) e diferenciações osteogênica (C), adipogênica (D) e condrogênica (E); Obj 4x(B), 40x(C), 20x(D) e 40x(E).

Na medicina veterinária as CTMs vêm sendo utilizadas e sua eficácia demonstrada em estudos relacionados à osteoartrites (13-16), lesões tendíneas (17-19), lesões na córnea (20), sequela de cinomose (21), aplasia medular (22), lesão medular (23-25) e ulceras (26,27) dentre outras. Na medicina veterinária Dentre as fontes de CTMs mais utilizadas são a medula óssea, tecido adiposo e cordão umbilical. Dentre estas, as células provenientes do tecido adiposo destacam-se por sua facilidade de obtenção e abundância, proporcionando o mínimo desconforto para o animal (28).

O animal do presente estudo apresentava um quadro de gengivite intensa, com formação de granulomas, lesões de reabsorção e secreção purulenta fétida. Não se alimentava e apresentava sialorreia intensa, tendo que ser tratado com fluidoterapia. Os exames relacionados ao perfil renal e hepático além do hemograma completo, demonstravam valores dentro da normalidade. Não foi detectada qualquer tido de formação neoplásica por meio dos exames de raios-x de tórax e ultrassom abdominal.

A análise histopatológica macroscópica revelou inúmeros fragmentos de diâmetro (maior 0,5 e 0,2 menor) e superfície lisa com coloração esbranquiçada acastanhada. Já a análise microscópica demonstrou corte na mucosa oral, com presença de área extensa de ulceração superficial, acompanhada de exsudação neutrofílica e com pequena porção de epitélio escamoso preservado, sem atipias, com presença de intensa exocitose neutrofílica. No tecido subjacente observou-se intensa proliferação fibroplásica e neovascularização (tecido de granulação), acompanhada de intenso processo inflamatório predominantemente neutrófilo, com menor quantidade de linfócitos e plasmócitos. Mais profundamente observou-se focos micronodulares de inflamação linfoplasmocitária. Em alguns dos fragmentos observou-se processo inflamatório acometendo musculatura esquelética profundamente não tendo sido detectados indícios de malignidade nas amostras avaliadas. Com base nos dados histopatológicos foi diagnosticado um quadro de estomatite ulcerativa, neutrofílica e linfoplasmocitária, intensa, associada a proliferação de tecido de granulação.

O felino foi submetido a cirurgia visando a retirada dos granulomas. Durante o procedimento foram aplicadas, após serem descongeladas, doses de CTMs-TAF tanto pela via endovenosa como intra gengival (Figura 3). Após o procedimento, foi receitado antibiótico, voltando a se alimentar normalmente 1 dias após a cirurgia. Dois meses após a cirurgia ocorreu a recidiva dos granulomas, menores, mas ainda com gengivite, lesões de reabsorção e pús. Estes dados sugerem a necessidade da aplicação de mais doses de CTMs-TAF uma vez que ocorreu uma melhora significativa após a primeira infusão.

Procedimento cirúrgico visando a retirada dos granulomas durante o qual foram infundidas CTMs-TAF tanto pela via endovenosa como intra gengival.
Figura 3: Procedimento cirúrgico visando a retirada dos granulomas durante o qual foram infundidas CTMs-TAF tanto pela via endovenosa como intra gengival.

O animal passou por consulta com especialista em odontologia, que após avaliação sugeriu extração dos dentes pré-molares e molares (lesões de reabsorção), mas deixando claro que provavelmente seria necessária a extração também dos caninos e incisivos devido a intensa gengivite.

O felino foi submetido a extração de pré-molares e molares e remoção dos granulomas sendo infundidas, após terem sido descongeladas, CTMs-TAF tanto pela via endovenosa como intra-gengival. Não foi aplicado anti-inflamatório, apenas antibiótico e analgésico no dia do procedimento. Foi prescrito como medicação pós-cirúrgica, antibiótico (Amoxicilina com Clavulanato) e Periovet para limpeza da região. O fato de não ter sido necessária a utilização anti-inflamatórios se deve, provavelmente a está característica das CTMs uma vez que, por meio de ação modulatória, regulam a produção de citocinas pró-inflamatórias (29).

As CTMs têm sido alvo de uma série pesquisas voltadas para doenças imunomediadas e doenças inflamatórias crônicas. Quando entram em contato direto com um tecido ou ainda mediante a interação parácrima, as CTMs desencadeiam a liberação de uma série de fatores solúveis que atuam no sistema imunológico com, por exemplo, em  linfócitos e células dendríticas apresentadoras de antígeno (6). Os resultados por nós obtidos com infusão de CTMs-TAF após serem criopreservadas são equivalentes aos obtidos no tratamento utilizando  CTMs-TAF. Autólogas (30). Ambas aboradagens se demonstraram seguras e eficazes no que tange ao tratamento do CGEF.

Foi relatado que ao chegar em casa animal se alimentou com ração seca não sendo necessário o uso de anti-inflamatório e analgésico. O felino retornou 4 meses após a cirurgia para a reavaliação. Não foi detectada recidiva do CGEF nem efeitos adversos as infusões das CTMs-TAF como vômito, náusea, alteração da pressão arterial e/ou variação na frequência respiratória (Figura 4).

Após 4 meses da cirurgia o felino retornou para a reavaliação. Não tendo sido detectada recidiva do complexo gengivite estomatite.
Figura 4: Após 4 meses da cirurgia o felino retornou para a reavaliação. Não tendo sido detectada recidiva do complexo gengivite estomatite.

CONCLUSÃO

Os resultados demonstram que a aplicação das CTMs-TAF alogênicas de felinos jovens e clinicamente saudáveis, após serem expostas ao processo de criopreservação, resultou em uma significativa melhora da qualidade de vida do animal uma vez que não foi observada a recidiva do CGEF quando realizadas múltiplas aplicações.

REFERÊNCIAS

1 – PEDERSEN, N.C. Inflammatory oral cavity diseases of the cat. Vet Clin North Am Small Anim Pract , 22:1323–1345, 1992;.

2 – DENNIS J.E.; et. al. Differentiation potential of conditionally immortalized mesenchymal progenitor cells from adult marrow of a H-2Kb-tsA58 transgenic mouse. Journal Cell Physiology, v.167, n.3, p.523–538, 1996.

3 – DENNIS J.E.; et. al. A quadric potential mesenchymal progenitor cell isolated from the marrow of an adult mouse. Journal Bone Miner Research, v.14, n.5, p.700–709, 1999,

4 – JOHNSTONE B.; et. al. In vitro chondrogenesis of bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells. Experimental Cell Research, v.238, n.1, p.265–272, 1998.

5 – TSIMBOURI PM. Adult Stem Cell Responses to Nanostimuli. J Funct Biomater, v.6, n.3, p.598-622, 2015,.

6 – DIMARINO A.M.; et. al. Mesenchymal stem cells in tissue repair. Front Immunol, v.4, p.201, 2013,.

7 – MURPHY M.B., Moncivais K, Caplan AI. Mesenchymal stem cells: environmentally responsive therapeutics for regenerative medicine. Exp Mol Med., p. 45-54, 2013.

8 – CAPLAN A.I.; et. al. The MSC curtain that stops the immune system. Immunol Lett., 168(2):136-9, 2015a.

9 – CAPLAN A.I., et. al. Body Management: Mesenchymal Stem Cells Control the Internal Regenerator. Stem Cells Transl Med., 4(7):695-701, 2015b.

10 – ZUK P.A.; et. al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Engineering, v.7, n.2, p.211-228, 2001.

11 – WINCK C.P., Cultivo e caracterização de células-tronco de membrana amniótica canina (Trabalho de Conclusão de Curso). Universidade de Santo Amaro. 2009.

12 – JOHNSTONE B.; et. al. In vitro chondrogenesis of bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells. Exp Cell Reearch, 238(1):265–272, 1998.

13 – BLACK L.L.; et. al. Effect of adipose-derived mesenchymal stem and regenerative cells on lameness in dogs with chronic osteoarthritis of the coxofemoral joints: a randomized, double-blinded, multicenter, controlled trial. Veterinary Therapeutics: Research in Applied Veterinary Medicine, 8(4):272-284, 2007.

14 – BLACK L.L.; et. al. Effect of intraarticular injection of autologous adipose-derived mesenchymal stem and regenerative cells on clinical signs of chronic osteoarthritis of the elbow joint in dogs. Veterinary Therapeutics: Research in Applied Veterinary Medicine, 9(3):192-200, 2008;.

15 – VILAR J.M.; et. al. Controlled, blinded force platform analysis of the effect of intraarticular injection of autologous adipose-derived mesenchymal stem cells associated to PRGF-Endoret in osteoarthritic dogs. BMC Veterinary Research, Jul 2, 9:131, 2013.

16 – VILAR J.M; et. al. Serum Collagen Type II Cleavage Epitope and Serum Hyaluronic Acid as Biomarkers for Treatment Monitoring of Dogs with Hip Osteoarthritis. PLoS One., 11(2):e0149472, 2016.

17 – SMITH R.K.; et. al. Harnessing the stem cell for the treatment of tendon injuries: heralding a new dawn? British Journal of Sports Medicine, 39(9):582-584, 2005;.

18 – LEE S.Y.; et. al. Treatment of Lateral Epicondylosis by Using Allogeneic Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells: A Pilot Study. Stem Cells., 33(10):2995-3005, 2015.

19 – EDMONDS R.E.; et. al. Influence of commonly used pharmaceutical agents on equine bone marrow-derived mesenchymal stem cell viability. Equine Vet J. 2016; May 10.

20 – MORIYAMA H,; et. al. Anatomical location and culture of equine corneal epithelial stem cells. Vet. Ophthalmology, 17:106-112, 2014;.

21 – Brito H.F.V.; et. al. Tratamento de sequelas neurológicas em cães, causadas por infecção pelo vírus da cinomose, através do transplante alogênico de células mononucleares de medula óssea. Revista Científica de Medicina Veterinária. Pequenos Animais e Animais de Estimação, 24(8):26-29, 2010;.

22 – GATTI A.; et. al. Terapia celular no tratamento de anemia não regenerativa por hipoplasia da série eritroide. Revista Científica de Medicina Veterinária, 12(14);296-303, 2014.

23 – PENHA E.M.; et al. Use of autologous mesenchymal stem cells derived from bone marrow for the treatment of naturally injured spinal cord in dogs. Stem Cells Int., 437521, 2014;.

24 – KIM Y.; et. al. Antioxidant and anti-inflammatory effects of intravenously injected adipose derived mesenchymal stem cells in dogs with acute spinal cord injury. Stem Cell Research Therapy, 26, 6:229, 2015;.

25 – KIM Y.; et. al. Transplantation of adipose derived mesenchymal stem cells for acute thoracolumbar disc disease with no deep pain perception in dogs. J Vet Sci. 17(1):123-6, 2016.

26 – ALY L..A.; et. al. Efficiency of systemic versus intralesional bone marrow-derived stem cells in regeneration of oral mucosa after induction of formocresol induced ulcers in dogs. Dent Res J (Isfahan). 11(2):212-21, 2014;.

27 – ALAMOUDI N.M.; et. al. Treatment of oral ulcers in dogs using adipose tissue-derived mesenchymal stem cells. J Clin Pediatr Dent. 38(3):215-22, 2014.

28 – WEBSTER R.A.; et. al. The role of mesenchymal stem cells in veterinary therapeutics – a review. N Z Vet J., 60(5):265-72, 2012.

29 – NAUTA A.J.; et. al. Immunomodulatory properties of mesenchymal stromal cells. Blood, 110(10), 2007.

30 – ARZI B,; et. al. Therapeutic Efficacy of Fresh, Autologous Mesenchymal Stem Cells for Severe Refractory Gingivostomatitis in Cats. Stem Cells Translationalmedicine, 5:75–86, 2016.

[1] Médica Veterinária, Médica Veterinária na Clínica Veterinária Patas & Garras.

[2] Bióloga.  Mestre. Gestora do Laboratório de Biotecnologia da CELLTROVET.

[3] Biocientista. Mestre, Doutor, Pós-Doutor. Diretor de Inovação Tecnológica da CELLTROVET.

DEIXE UMA RESPOSTA

Please enter your comment!
Please enter your name here